Food Safety
1/2018 FOOD-Lab 43
phischen Bedingungen sind in Tabelle 1
beschrieben.
Benzoesäure kann direkt unter UV-Licht
quantifiziert werden, wobei Substanzen
aus der Lebensmittel-Matrix nicht stören.
Falls nötig, kann zusätzlich eine Derivatisierung
mit einem Anilin-di-Phenylamin-
Phosphorsäure-Reagenz erfolgen. Abbildung
1 zeigt den Wellenlängen-Scan der
HPTLC Platte. Die chromatographischen
Daten sind in Tabelle 2 beschrieben.
Mit dieser Methode konnten in Krabben
0,65 mg/g und im Lachs 0,54mg/g
Benzoesäure quantifiziert werden. Zusätzlich
wurde bei der Lachs-Probe ein
Lebensmittelfarbstoff gefunden.
Ausgehend von maximal 5 mg/kg Körpergewicht
Benzoesäure pro Tag, dürfte eine
Person mit einem Gewicht von 82 kg 630 g
Krabben oder 750 g Lachs essen um den
Grenzwert nicht zu überschreiten. Dabei
ist natürlich zu bedenken, dass auch andere
Lebensmittel, die dieselbe Person unter
Umständen zu sich nimmt, Benzoesäure
als Konservierungsstoff enthalten kann.
Massenspektrometrie
Für die präzise Identifizierung einzelner
Substanzen ist die Massenspektrometrie
(MS) eine bewährte Methode. Mit
Hilfe des TLC-MS interfaces1 von CAMAG
® k önnen d ie B anden e iner P robe
direkt von der TLC-Platte in das Massenspektrometer
überführt werden.
Das ermöglicht ganz neue und sehr
spannende Kombinationen analytischer
Methoden, denn eigentlich geht die Entwicklung
der Detektortechnik mit der
Entwicklung der analytischen Methode
einher, womit solche überraschenden
Kombinationen wie TLC mit ESI-Massenspektrometrie
weder angedacht noch
aktiv angestrebt worden sind.
Abbildung 3 zeigt das Massenspektrum
der von der HPTLC-Platte eluierten
Benzoesäure-Bande aufgenommen mit
dem ACQUITY® Waters QDa.
So ermöglicht eine von der UPLC®-
Technologie erzwungene, rapide Entwicklung
der Massenspektrometrie, den
Sprung von der LC-MS zur TLC-MS, denn
mit der Einführung der sub-2μm-Partikel
in der HPLC musste die Scanrate der
Detektoren erheblich erhöht werden,
weil die Peakbreite häufig auf unter 2 s
schrumpft. Die ins Massenspektrometer
eluierten TLC Banden sind nicht breiter
als UPLC® Peaks, d.h. die Anforderun-
Platte HPTLC Silica gel 60 CN F254s 10x10 cm
Probenvorbereitung 10mg Benzoesäure Standard gelöst in 10mL Methanol
125g zerkleinerte Krabben mit 100mL Wasser
ausgerührt und filtriert 75g zerkleinerter Lachs mit
100mL Wasser ausgerührt und filtriert
Probenauftragung ATS 4 automated sample applicator (CAMAG®), 6
mm bandenförmig
Applikationsvolumen 0.1 - 2 μL
Mobile Phase Ethanol/Wasser (20/80) +0,01% n-Heptan
Entwicklungsstrecke 5 cm
Entwicklungszeit 28 min
Extraktionsequipment “TLC-MS Interface” von CAMAG®
Extraktionsmittel Acetonitrile + 0.1% Ammoniak
Fluss 0.1 mL/min
Dokumentation TLC Reprostar (CAMAG®)
Wellenlänge UV 232 nm
Derivatisierung Anisaldehyde- Schwefelsäure Reagenz erhitzen 10
min auf 120°C
MS Equipment Single-quadrupole Massenspektrometer
ACQUITY®QDa (Waters)
MS Detektion ESI (-) Modus (m/z 50 - 600)
Extraktion
Applikationsdaten
Tabelle 1
Quantifizierung
Tabelle 2
Abbildung. 1: Scan @ UV 232 nm
Abbildung 2: Ablauf der Extraktion einer Probe von der HPTLC-Platte (Quelle: CAMAG®)
gen an ein Massenspektrometer sind
deshalb bei TLC-MS und UPLC®-MS praktisch
gleich. Es werden schnelle Scanraten
und kurze Ansprechzeiten des
Detektors benötigt um die nur wenige
Sekunden breiten Signale detektieren
und quantifizieren zu können. Mindestens
15 Punkte pro Signal ist die Faustregel
für die Quantifizierung eines Signals.
Somit lassen sich mit dem Waters
ACQUITY® QDa D etektor 2 -3 S ekunden
Track Substanz Konzentration
Applikationsvolumen Rf Wert Detektierte
Masse m/z
1,4,7,10 Benzoesäure
Standard
1 mg/mL 0.1/0.7/1.0/2.0 μL
2,5,8 Krabben - 0.4/0.5/0.6 μL 0.35 121,00
3,6,9 Lachs - 0.4/0.5/0.6 μL